DNAのネットワーク形成の際のリンス

質問

初歩的な質問かもしれませんが、なかなか実験がうまくいっていないため、アドバイスをいただけないかと思い、質問させていただきました。DNAは50bpの線状のものを用いています。DNA溶液をSi基板上へ塗布する際には、バッファーなどを純水で洗い流すリンスをする必要があると論文などにも書いてあり、試みているのですが、具体的にはどのようにすればよいのでしょうか？現在は、リンスをした後は、基板は乾燥させ、AFMで観察するつもりですので、基板上のDNA溶液を自然乾燥させた後に、上から純水をかけ、それを窒素ガスで吹き飛ばし、乾燥させています。

回答No.2

etcetera

リンスを含めた、プレパレーションについて回答します。

Si表面が、清浄な状態の場合、Si表面は水素でターミネイトされるので、疎水的な表面となり、DNAの吸着の妨げとなります。
親水的で、しかも+にチャージした表面にできれば、吸着しやすくなります。（オゾンクリーナーやUV光照射など）

バッファーのイオンの濃度が、10ｍMol以下であれば、
リンス無しで、吹き飛ばすだけでも、ある程度の測定は可能と
思います。リンスの前後で、AFM観察を行い、リンスによるDNAの密度の変化や、塩の影響の低減効果を確認したら如何でしょうか。

DNAが集まった状態で、基板に吸着することも多々ありますので、
きれいに分散する条件を見つけることも大切です。

通常のAFMで、DNAを観察すると、
DNAの2nmの直径は、探針の先端形状の影響で、10nm程度の幅として
観察されるのが一般的です。
50bpのDNAの長さは、約15nmと推測されます。
プレパレーションが上手くいったとして、
縦横比が1：2程度の楕円形的な画像となると思われます。
細い探針を使用し、探針が太くならないように測定することもポイントと思います。

お礼

お礼が遅くなりまして誠に申し訳ありませんでした。ありがとうございました。これからおっしゃったように測定の際も気をつけて実験していきたいと思います。ありがとうございました。

回答No.1

piyoco123

顕微鏡観察のサンプル調製ではリンスの条件ややり方によってかなり結果が変わります。
50bpのduplexだとしたらかなり吸着力が弱いので、
塩濃度の高いバッファーを使ったり、乾燥も自然乾燥させたりと工夫しなくてはなりません。

ちなみに、私はSiにアミノ基をはやす処理をして結合力を高めたり、
covalentに結合させたりしたことがあります。

補足

お忙しい中、回答ありがとうございます。結合力の弱さはなんとなくですが、気になっていました。そのため、論文などを参考にしてMgCl2をDNA溶液に混合させて基板に滴下していました。piyoco123さんがおっしゃったように他にもいろいろと方法があるのですね。参考にさせていただきます。
　あれからまた疑問点が出てきたのでお忙しいかと思いますがもしよろしければ回答お願いします。
　購入したDNAが、ATAT…ATと、TATA…TAという二種類の一本鎖のDNAであるので、まずはハイブリダイゼーションなどを行って二本鎖のDNAにしてから基板に滴下した方がよろしいのでしょうか？